Personendetails

Die Studierenden erhalten Begleitung, Unterstützung und Förderung bei wissenschaftstheoretischen, forschungspraktischen und formalen Fragen ihrer Arbeit, wissenschaftlichen Theorien und Methoden (Themenfindung aus dem Gebiet der Molekularen Biotechnologie). Im FH Bachelorstudium Molekulare Biotechnologie ist die Bachelorarbeit im 5. Semester ein erweitertes Arbeitsprotokoll des Berufspraktikums in dem der Praktikumsinhalt dokumentiert und wissenschaftlich reflektiert wird. Die Arbeit muss selbständig, also in Einzelarbeit verfasst werden. Das Thema der Bachelorarbeit ergibt sich aus dem im Rahmen des Berufspraktikums gewählten Themas. In der Regel beinhaltet die Bachelorarbeit die Arbeiten des gesamten Berufspraktikums. Die Bachelorarbeit wird durch den/die Berufspraktikums-BetreuerIn betreut. Die Studierenden bekommen ein reflektiertes Feedback zu Ihrer Bachelorarbeit.

Aktivierende Methode

Endprüfung

Beurteilung durch Begutachterinnen/Begutachter

Die Bachelorprüfung stellt die Abschlussprüfung des Bachelorstudiums vor einem facheinschlägigen Prüfungssenat dar. Die Studierenden präsentieren Ergebnisse aus Ihrem Berufspraktikum in Form eines Vortrags. Die Studierenden werden zu ihrer Präsentation sowie zu zentralen theoretischen und praktischen Themen des Bachelorstudiums von dem Prüfungssenat befragt.

Aktivierende Methoden: Präsentation und mündliche Prüfung

Endprüfung

Für die Präsentation werden bis zu 20 Punkte von dem Prüfungssenat vergeben. Für die anschließende Befragung zur Präsentation werden ebenfalls bis zu 20 Punkte vergeben. Für die Beantwortung der Fragen zu zentralen theoretischen und praktischen Themen des Bachelorstudiums werden jeweils bis zu 30 Punkte vergeben. Die Summe dieser Punkte ergibt die Gesamtnote für die Bachelorprüfung.

Das Berufspraktikum dient den Studierenden als Einstieg in das selbständige Arbeiten. Die Aufgaben beginnen mit der Suche einer geeigneten Praktikumsstelle und einer Berufspraktikumsbetreuerin/eines Berufspraktikumsbetreuers. Die Studierenden lernen unter Betreuung einer facheinschlägigen Person die Berufspraxis eines Biotechnologieunternehmens/Forschungsinstitutes kennen, und/oder eigenständiges wissenschaftliches Arbeiten. Im Berufspraktikum werden die im Studium erworbenen Fach-, Methoden– und Sozialkompetenzen im angestrebten beruflichen Tätigkeitsfeld umgesetzt und praktisch gefestigt. Ein weiterer wichtiger Lehrinhalt ist die selbständige Verfassung der Praktikums Ergebnisse in Form eines Berufspraktikumsberichts sowie die Dokumentation wissenschaftlicher Ergebnisse z. T. nach GMP & GLP Richtlinien.

Aktivierende Methoden: Praktisches Arbeiten

Immanente Leistungsüberprüfung

Gutachten der Betreuerin/des Betreuers inkl. Benotung

- Die Bedeutung der Biotechnologie verstehen

- Onboarding

- Motivation und Zielsetzung

- Aufbau eines starken Fundaments in Schlüsselkompetenzen

- Karriereerkundung und Networking

- Ethische Überlegungen und aufkommende Trends

- Teil einer Community of Practice werden

Vortrag, Einzel- und Gruppenarbeit, Praktische Umsetzungsaufgaben, Selbsteinschätzung durch Übungen zur Selbst-Reflexion und individuellen Anwendung, Praxisübungen mit Feedback und Analyse

Immanente Leistungsüberprüfung

Leistungsüberprüfung (z.B. Präsentation, Diskussion, schriftliche Arbeit, Reflexion)

Folgende grundlegende Methoden werden in diesem Laborpraktikum gelernt:

- Pipettieren

- Restriktionsverdau

- Restriktionsansatz

- Agarosegelelektrophorese

- DNA Konzentrationsbestimmung mittels Photometer

Der Versuchshintergrund ist eine Plasmidkartierung mittels multipler Restriktionsverdaue. Art der Protokollführung: Abstrakt, Ergebnisbild inklusive Beschriftung, Diskussion, Kartierung, Literatur, in Englisch.

Aktivierende Methoden

Endprüfung

Protokoll in englischer Sprache, Schriftliche Abschlussprüfung

Die Lehrveranstaltung ist unter anderem eine Konsolidierung dessen, was im Modul "Scientific, Social & Communication Skills" unterrichtet wurde. Der Schwerpunkt liegt darin, die Studierenden auf das Niveau zu bringen, dass sie in einem Betrieb oder Forschungsinstitut die "Sprache der Wissenschaft" sprechen und verwenden können. Wie in den ersten beiden Semestern wird großem Wert sowohl auf gesellschaftliches als auch fachspezifisches Englisch gelegt, aber mit dem Schwerpunkt auf Englisch für Naturwissenschafterinnen und Naturwissenschafter. Das Englisch wird an Hand von authentischen Protokollen, und Handbüchern usw. mit Hilfe von bekannten Tools aus dem Blended Learning wie Gruppenpuzzles, Einzel- und Gruppenpräsentationen oder Videomaterial vermittelt. Das wissenschaftliche Schreiben (Laborprotokolle, Zusammenfassungen, …) wird unterrichtet. Grammatik und Interpunktion wird unterrichtet falls es das Niveau der Studierenden erfordert. Folgende Themen werden berücksichtigt: 1. Wissenschaftliches Schreiben: >>Protokolle · Vokabel · Inhalt · wissenschaftlicher Ausdruck · Aufbau · Stil · Zusammenfassung 2. Technische Handbücher: · Vokabel · Interpretation · Umsetzung/Vermittlung der Information 3. Karriere: · Vokabel · Bewerbungen · Lebensläufe 43. Wissenserwerb und Vermittlung: · Authentische Papers lesen und präsentieren (Nature/Scientific American) · Zusammenfassungen schreiben (s. Punkt 1.) Selbstreflexion, -evaluierung und das Evaluieren der Kolleginnen und Kollegen.

Aktivierende Methoden: z.B. Präsentationen, Diskussionen …

Immanente Leistungsüberprüfung

Leistung und Fortschritt werden permanent beurteilt. Die Beurteilung stützt sich auf sämtliche schriftlichen und mündlichen Arbeiten während des Semesters. Tägliche Mitarbeit wird zusätzlich berücksichtigt.

- Aufbau des prokaryontischen Chromatins im Vergleich zum eukaryontischen

- Bakterielles Chromatin und Transkription

- rRNA (Gene – Transkription – Prozessierung – RNA Polymerase I)

- RNA abhängige RNA Polymerasen

- Ribosomal Frameshifting

- SARS-Cov2

- Transkriptionelle und Post-Transkriptionelle Regulation der HIV-1 Genexpression

- CRISPR-System(e)

Darbietende Methode

Endprüfung

Schriftliche Abschlussprüfun

Der Kurs „Molekularbiologie und Genetik I“ behandelt eine breite Palette grundlegender Themen der Genetik und Molekularbiologie. Der Kurs beginnt mit einer Einführung in das Fachgebiet, einschließlich seiner Geschichte und Beziehung zu anderen Disziplinen wie Biochemie und Zellbiologie. Der Kurs behandelt auch wichtige Entdeckungen, die unser Verständnis der Wechselwirkungen von DNA, RNA und Proteinen erweitert haben. Die Studierenden lernen die Mendelsche Vererbung kennen, einschließlich der Konzepte dominanter und rezessiver Allele, Segregation und unabhängiger Sortimentierung. Aufbauend auf dieser Grundlage untersucht der Kurs das zentrale Dogma der Molekularbiologie, das den Fluss genetischer Informationen von DNA über RNA bis hin zu Proteinen erklärt. Die Studierenden erlangen ein tiefes Verständnis der DNA-Replikation, einschließlich der Rolle wichtiger Enzyme und der Herausforderungen der Endreplikation. Der Kurs vergleicht und kontrastiert dann DNA und RNA und untersucht verschiedene RNA-Typen und ihre Funktionen. Die Studierenden lernen die Struktur des Genoms kennen, erfahren, wie DNA in Chromosomen verpackt wird und welche verschiedenen Chromatintypen es gibt. Der Kurs behandelt auch DNA-Mutationen und Reparaturmechanismen, einschließlich verschiedener Mutationsarten und wie Zellen Fehler in der DNA korrigieren. Abschließend werden im Kurs homologe Rekombination, ortsspezifische Rekombination, transponierbare Elemente und V(D)J-Rekombination behandelt.

Darbietende Methode mit Lehrvideos

Endprüfung

Schriftliche Abschlussprüfung

In dieser Lehrveranstaltung werden die grundlegenden Methoden für Molekularbiologinnen und Molekularbiologen, aufbauend auf der Vorlesung Methoden der DNA-Analyse (2. Semester) behandelt. Die Studierenden bekommen einen theoretischen Einblick in molekularbiologische Methoden. Die Themen werden im Rahmen eines Jigsaw-Puzzles in Kleingruppen erarbeitet und gegenseitig digital präsentiert. Themenauswahl: Anzucht von Mikroorganismen, die für Klonierungen verwendet werden (Genetische Marker von Anzuchtstämmen, Bestimmung des Wachstumsverhalten von Mikroorganismen) Isolierung und Reinigung von Nukleinsäuren aus verschiedenen Organismen (Zellaufschlussmethoden, Phenolextraktion, Fällung von Nukleinsäuren) Nachweis von Nukleinsäuren (Agarose- und Polyakrylamid-Gelelektrophorese, spektrophotometrische Nukleinsäure-Konzentrationsbestimmung) Polymerasekettenreaktion (PCR) (Oligonukleotide vs. Primer, Annealingtemperatur, qPCR, Reverse Transkriptase-PCR)

Southern und Northern blot (Theorie der Hybridisierung, Nukleinsäure-Sonden) Western blot (SDS-Polyakrylamidgel, Chemoluminiszenz) Proteinexpression und Proteinreinigung (Proteintags z.B. His-Tag, Affinitätschromatographie, bakterielle Proteinexpressionssysteme) Antikörper und deren Einsatz in der Molekularbiologie (Monoklonale Anitkörper vs. Polyklonale Antikörper, Titration von Antikörpern, ELISA) Zentrifugation (Differenzielle Zentrifugation, Dichtegradientenzentrifugation) Fluoreszenz in der Molekularbiologie (Fluoreszenzfarbstoffe, Proteinfluorophore, FRET, FACS) Microarray (Prinzip, Anwendung) Sequenzierung (Sanger Dideoxy-Sequenzierung, Shotgun Sequenzierung, Fluoreszenz Sequenzierung, Next Generation Sequencing)

Darbietende & Aktivierende Methoden: Jigsaw-Puzzle-Präsentation via Zoom

Endprüfung

Mitarbeit – Jigsaw-Puzzle, Schriftliche Abschlussprüfung

Die Funktion von Genen wird in diesem Praktikum von den Studierenden anhand eines durchgehenden Beispiels in einem bakteriellen System erarbeitet. Weiters lernen die Studierenden dabei Methoden der Proteinanalytik kennen. Die Expression eines rekombinanten Proteins wird zunächst in kleinem Maßstab studiert (Expressionsklonierung in E. coli). Mit Hilfe von Western Blots wird der Zeitablauf der Proteinexpression analysiert. Nach einem Upscaling des Kulturvolumens unter den vorher erarbeiteten Bedingungen wird das rekombinante Protein durch Affinitätschromatographie (HIS-Tag Reinigung) gereinigt und schließlich analysiert, dialysiert und die erhaltene Proteinmenge wird quantitativ bestimmt. Art der Protokollführung: Protokoll in Form einer wissenschaftlichen Publikation - Abstract, Einleitung, M&M, Resultate, Diskussion, Literatur und Zitieren.

Aktivierende Methode

Endprüfung

Endprüfung: Protokoll, Schriftliche Abschlussprüfung, Motivation, Mitarbeit, praktisches Geschick (Ergebnisse)

Diese Vorlesung im Bachelorstudiengang Molekulare Biotechnologie fasst die wichtigsten Prinzipien und Techniken der rekombinanten DNA-Technologie zusammen. Die Biotechnologie nutzt lebende Organismen oder deren Produkte zum Nutzen des Menschen, wobei moderne Anwendungen von der Antibiotikaproduktion bis zur Genomsequenzierung reichen. Ein Eckpfeiler der Biotechnologie ist die rekombinante DNA-Technologie, die die Manipulation und Schaffung neuartiger DNA-Kombinationen ermöglicht. Dieses Feld stützt sich stark auf das Klonieren von Genen, ein Prozess, der mehrere Schritte umfasst, darunter Genisolierung, Vektorauswahl, Restriktionsverdau, Ligation, Transformation und Screening, um zahlreiche Kopien eines bestimmten Gens zu erzeugen. Plasmide, zirkuläre DNA-Moleküle, dienen als gemeinsame Vektoren zum Transportieren des betreffenden Gens. Diese Vektoren besitzen einen Replikationsursprung (ori), einen selektierbaren Marker (häufig ein Antibiotikaresistenzgen) und eine multiple Klonierungsstelle (MCS) zum Einfügen fremder DNA. Zu den wesentlichen Enzymen bei der Arbeit mit rekombinanter DNA gehören Restriktionsenzyme zum DNA-Schneiden, Ligasen zum Verbinden von DNA-Fragmenten und Polymerasen für die DNA-Synthese. Transformation, also die Einführung von Plasmid-DNA in Bakterienzellen, kann durch Methoden wie Hitzeschock oder Elektroporation erreicht werden. Über das Klonen von Genen hinaus untersucht die Vorlesung die Expression von Proteinen aus geklonten Genen mithilfe spezieller Expressionsvektoren. Diese Vektoren verwenden spezifische Promotoren zur Kontrolle der Genexpression und können Markierungen zur Proteinreinigung und -identifizierung enthalten. Die Vorlesung erörtert außerdem fortgeschrittene Techniken zum Klonieren wie z. B. PCR-Klonierung und Gibson-Assembly. Auch auf Cosmide, künstlichen Bakterienchromosomen (BACs) und künstlichen Hefechromosomen (YACs), wird eingegangen.

Darbietende Methode mit Lehrvideos

Endprüfung

Schrifliche Abschlussprüfung

Der Kurs zielt darauf ab, den Studierenden des Bachelorstudiengangs Molekulare Biotechnologie ein umfassendes Verständnis der Struktur und Funktion eukaryotischer Zellen zu vermitteln. Der Kurs führt in eukaryotische Zellen ein und untersucht Makromoleküle wie Proteine und Lipide. Er behandelt auch Membranen und Transportprozesse, Organellen und Vesikeltransport, das Zytoskelett und die Zellbewegung sowie die Energieproduktion in Mitochondrien und Chloroplasten. Die Zelle ist die kleinste lebende Einheit, die von einer Membran umschlossen ist und sich selbst replizieren kann. Eukaryotische Zellen unterscheiden sich von Prokaryoten durch das Vorhandensein eines Zellkerns, der genetische Informationen speichert. Die Zellbiologie untersucht die komplexen Vorgänge der Zelle und deckt dabei eine breite Palette lebenswichtiger Prozesse ab. Die Mikroskopie spielt eine entscheidende Rolle bei der Visualisierung und Untersuchung von Zellen. Biologische Membranen, die aus Phospholipid-Doppelschichten bestehen, regulieren den Durchgang von Molekülen in die Zelle und ihre Organellen hinein und aus ihr heraus. Die Nervenleitung beruht auf der Übertragung elektrischer Signale (Aktionspotentiale) entlang der Neuronen. Der intrazelluläre Transport umfasst die Bewegung von Molekülen und Organellen innerhalb der Zelle, die durch das Zytoskelett erleichtert wird. Das Zytoskelett bietet strukturelle Unterstützung und erleichtert die Zellbewegung. Es besteht aus Intermediärfilamenten, Mikrotubuli und Aktinfilamenten. Die Energieproduktion in Mitochondrien (oxidative Phosphorylierung) und Chloroplasten (Photosynthese) nutzt Energie aus der Elektronentransportkette, um ATP zu erzeugen. Zell-Zell-Verbindungen erhalten die Gewebeintegrität und ermöglichen die Kommunikation zwischen Zellen. Dieser Kurs vermittelt den Studierenden eine Grundlage in eukaryotischer Zellbiologie, die für weiterführende Studien und Forschungen in der molekularen Biotechnologie unerlässlich sind.

Darbietende Methode mit Lehrvideos

Endprüfung

Schriftliche Abschlussprüfung

- General RNA Handling Procedures

- Experiment 1: Northern Blot: This experiment investigates the differential expression of the GAL1 gene in yeast (Saccharomyces cerevisiae) grown in media containing either glucose or galactose. (glucose/galactose metabolism in yeast, RNA extraction from yeast, denaturing RNA agarose gel, RNA transfer, specific oligonucleotide hybridization, band detection, quantitative PCR)

- Experiment 2: Band Shift – EMSA: This experiment focuses on detecting the interaction between human Y RNA and the La protein using the Electrophoretic Mobility Shift Assay (EMSA), also known as a band shift assay. (in vitro transcription with T7 RNA polymerase, RNA purification, RNA folding, native poly-acrylamide gel electrophoresis, RNA staining using methylene blue, detection of RNP complexes)

- Experiment 3: RNA Stability: This experiment explores the inherent instability of RNA compared to DNA. (temperature dependence, pH dependence, RNAses)

Laboratory

Immanente Leistungsüberprüfung

presence, motivation, participation, practical skills (results), written report.

- Course Content: Research papers from high-quality, internationally respected journals in RNA research.

- Student Activities:

- Select topics of interest.

- Independently read assigned research papers.

- Seminar Format: Peer-group discussions.

- Discussion Focus:

- Background, key findings, and conclusions of the papers.

- Strengths and weaknesses of the publications.

- Suggestions for potential improvements.

- Seminar

- Topic preparation and peer-group discussion

Immanente Leistungsüberprüfung

Participation in discussion, Preparation of a specific topic

- RNA Structure: Examines primary to tertiary structures and the role of the 2'-OH group.

- RNA Modifications: Covers post-transcriptional alterations affecting translation and antibiotic resistance.

- Catalytic Capabilities: Focuses on ribozymes and their role in essential reactions like splicing.

- RNA Processing: Includes capping, polyadenylation, RNA editing, and alternative splicing.

- Regulatory Mechanisms: Discusses RNA binding motifs and their roles in RNA metabolism.

- Therapeutic Applications: Explores antisense oligonucleotides, ribozymes, RNA aptamers, and mRNA vaccines.

- RNA World Hypothesis: Investigates the early stage of life where RNA served as genetic material and catalysts.

Lecture

Endprüfung

Written exam