Personal Details

Die Studierenden erhalten Begleitung, Unterstützung und Förderung bei wissenschaftstheoretischen, forschungspraktischen und formalen Fragen ihrer Arbeit, wissenschaftlichen Theorien und Methoden (Themenfindung aus dem Gebiet der Molekularen Biotechnologie). Im FH Bachelorstudium Molekulare Biotechnologie ist die Bachelorarbeit im 5. Semester ein erweitertes Arbeitsprotokoll des Berufspraktikums in dem der Praktikumsinhalt dokumentiert und wissenschaftlich reflektiert wird. Die Arbeit muss selbständig, also in Einzelarbeit verfasst werden. Das Thema der Bachelorarbeit ergibt sich aus dem im Rahmen des Berufspraktikums gewählten Themas. In der Regel beinhaltet die Bachelorarbeit die Arbeiten des gesamten Berufspraktikums. Die Bachelorarbeit wird durch den/die Berufspraktikums-BetreuerIn betreut. Die Studierenden bekommen ein reflektiertes Feedback zu Ihrer Bachelorarbeit.

Aktivierende Methode

Endprüfung

Beurteilung durch Begutachterinnen/Begutachter

Das Berufspraktikum dient den Studierenden als Einstieg in das selbständige Arbeiten. Die Aufgaben beginnen mit der Suche einer geeigneten Praktikumsstelle und einer Berufspraktikumsbetreuerin/eines Berufspraktikumsbetreuers. Die Studierenden lernen unter Betreuung einer facheinschlägigen Person die Berufspraxis eines Biotechnologieunternehmens/Forschungsinstitutes kennen, und/oder eigenständiges wissenschaftliches Arbeiten. Im Berufspraktikum werden die im Studium erworbenen Fach-, Methoden– und Sozialkompetenzen im angestrebten beruflichen Tätigkeitsfeld umgesetzt und praktisch gefestigt. Ein weiterer wichtiger Lehrinhalt ist die selbständige Verfassung der Praktikums Ergebnisse in Form eines Berufspraktikumsberichts sowie die Dokumentation wissenschaftlicher Ergebnisse z. T. nach GMP & GLP Richtlinien.

Aktivierende Methoden: Praktisches Arbeiten

Immanente Leistungsüberprüfung

Gutachten der Betreuerin/des Betreuers inkl. Benotung

Der Kurs „Einführung in molekularbiologische Techniken“, führt Studierende in grundlegende molekularbiologische Techniken ein. Er behandelt Restriktionsenzymverdauung, Agarose-Gelelektrophorese und DNA-Konzentrationsbestimmung mittels Spektrophotometrie. Die Studierenden sammeln praktische Erfahrung bei der Durchführung dieser Techniken, der Analyse experimenteller Daten und der Erstellung einer Restriktionskarte eines unbekannten Plasmids. Der Kurs legt den Schwerpunkt auf sichere Laborpraktiken, einschließlich des Umgangs mit Enzymen, der Abfallentsorgung und der richtigen Pipettiertechniken mit automatischen Pipetten. Desweiteren erfolgt die Erfassung der Ergebnisse in Form eines wissenschaftlichen Protokolls („lap report“) in englischer Sprache.

Aktivierende Methoden

Endprüfung

Protokoll in englischer Sprache, Mitarbeit

Der Kurs „Molekularbiologie und Genetik I“ behandelt eine breite Palette grundlegender Themen der Genetik und Molekularbiologie. Der Kurs beginnt mit einer Einführung in das Fachgebiet, einschließlich seiner Geschichte und Beziehung zu anderen Disziplinen wie Biochemie und Zellbiologie. Der Kurs behandelt auch wichtige Entdeckungen, die unser Verständnis der Wechselwirkungen von DNA, RNA und Proteinen erweitert haben. Die Studierenden lernen die Mendelsche Vererbung kennen, einschließlich der Konzepte dominanter und rezessiver Allele, Segregation und unabhängiger Sortimentierung. Aufbauend auf dieser Grundlage untersucht der Kurs das zentrale Dogma der Molekularbiologie, das den Fluss genetischer Informationen von DNA über RNA bis hin zu Proteinen erklärt. Die Studierenden erlangen ein tiefes Verständnis der DNA-Replikation, einschließlich der Rolle wichtiger Enzyme und der Herausforderungen der Endreplikation. Der Kurs vergleicht und kontrastiert dann DNA und RNA und untersucht verschiedene RNA-Typen und ihre Funktionen. Die Studierenden lernen die Struktur des Genoms kennen, erfahren, wie DNA in Chromosomen verpackt wird und welche verschiedenen Chromatintypen es gibt. Der Kurs behandelt auch DNA-Mutationen und Reparaturmechanismen, einschließlich verschiedener Mutationsarten und wie Zellen Fehler in der DNA korrigieren. Abschließend werden im Kurs homologe Rekombination, ortsspezifische Rekombination, transponierbare Elemente und V(D)J-Rekombination behandelt.

Darbietende Methode mit Lehrvideos

Endprüfung

Schriftliche Abschlussprüfung

Der Kurs „Molekularbiologische und biophysikalische Methoden“ behandelt 14 Themen der Molekularbiologie, von grundlegenden Techniken wie Nukleinsäurereinigung und PCR bis hin zu fortgeschritteneren Konzepten wie Proteinexpression und -reinigung, Protein-Nukleinsäure-Interaktionen und Sequenzierung. Die Studierenden arbeiten in Gruppen, um eines dieser Themen zu erforschen und zu präsentieren. Dabei entwickeln sie sowohl eine Präsentation als auch ein Handout, das als Grundlage für die Abschlussprüfung dient. Der Kurs umfasst Themen wie Gelelektrophorese, Spektrophotometrie, Southern Blotting, verschiedene Arten von PCR, SDS-PAGE & Western Blotting und die Kultivierung von Mikroorganismen. Er untersucht auch Antikörper und ihre Anwendungen, Zentrifugationstechniken, Northern Blotting, RT(q)-PCR, Proteinreinigungsmethoden, verschiedene Proteinexpressionssysteme, Protein-Nukleinsäure-Interaktionen, Fluoreszenz in der Molekularbiologie, verschiedene Sequenzierungsmethoden, Isolierung und Reinigung von Nukleinsäuren aus verschiedenen Organismen sowie die Verwendung von Primern und Hybridisierung. Die ausgearbeiteten Themen werden mit Hilfe eines Jigsaw-Puzzles von den Studierenden an die Studierenden verbreitet.

Darbietende & Aktivierende Methoden, Jigsaw-Puzzle

Endprüfung

Mitarbeit – Jigsaw-Puzzle, Schriftliche Abschlussprüfung

- General RNA Handling Procedures

- Experiment 1: Northern Blot: This experiment investigates the differential expression of the GAL1 gene in yeast (Saccharomyces cerevisiae) grown in media containing either glucose or galactose. (glucose/galactose metabolism in yeast, RNA extraction from yeast, denaturing RNA agarose gel, RNA transfer, specific oligonucleotide hybridization, band detection, quantitative PCR)

- Experiment 2: Band Shift – EMSA: This experiment focuses on detecting the interaction between human Y RNA and the La protein using the Electrophoretic Mobility Shift Assay (EMSA), also known as a band shift assay. (in vitro transcription with T7 RNA polymerase, RNA purification, RNA folding, native poly-acrylamide gel electrophoresis, RNA staining using methylene blue, detection of RNP complexes)

- Experiment 3: RNA Stability: This experiment explores the inherent instability of RNA compared to DNA. (temperature dependence, pH dependence, RNAses)

Laboratory

Immanente Leistungsüberprüfung

presence, motivation, participation, practical skills (results), written report.

- RNA Structure: Examines primary to tertiary structures and the role of the 2'-OH group.

- RNA Modifications: Covers post-transcriptional alterations affecting translation and antibiotic resistance.

- Catalytic Capabilities: Focuses on ribozymes and their role in essential reactions like splicing.

- RNA Processing: Includes capping, polyadenylation, RNA editing, and alternative splicing.

- Regulatory Mechanisms: Discusses RNA binding motifs and their roles in RNA metabolism.

- Therapeutic Applications: Explores antisense oligonucleotides, ribozymes, RNA aptamers, and mRNA vaccines.

- RNA World Hypothesis: Investigates the early stage of life where RNA served as genetic material and catalysts.

Lecture

Endprüfung

Written exam